Nature Communications volume 14、記事番号: 4407 (2023) この記事を引用
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急性腎障害（AKI）は慢性腎臓病（CKD）の重要な危険因子ですが、尿細管修復の失敗とAKI-CKD移行の根本的なメカニズムは完全には理解されていません。 この研究では、AKI による局所損傷が時間の経過とともに広がる可能性があるかどうかを理解するために、尿細管損傷とリモデリングを動的に追跡することを目的としました。 ここでは、腎虚血の半分のみをレンダリングした AKI のモデルを示します。 連続生体内 2 光子顕微鏡検査と周期細胞の遺伝的同定を使用して、虚血後および非虚血腎臓領域における動的組織リモデリングを 3 週間にわたって同時に追跡しました。 最初の壊死性細胞死と比較した周期細胞の空間的および時間的分析により、顕著な損傷の伝播と非壊死性組織領域への拡大が実証され、これにより上皮 VCAM1 発現による尿細管萎縮が予測されました。 要約すると、尿細管損傷、リモデリング、および運命に関する我々の縦断的分析は、AKI の病態に対する重要な洞察を提供します。
急性腎障害（AKI）は腎機能の突然の低下として定義され、多くの場合、急性尿細管損傷によって引き起こされます1。 損傷の重症度によっては、患者の腎機能が回復する場合があります。 しかし、AKI 患者は後に慢性腎臓病 (CKD) を発症するリスクが高いことが現在では十分に確立されています 2,3。 この AKI-CKD 移行のメカニズムは完全には理解されていません 3 が、内皮細胞の機能不全 4,5、間質性免疫細胞の動員と炎症 6,7,8、腎間質線維症 9,10、不完全な尿細管上皮修復 11,12 に関連しています。 腎近位尿細管（PT）は、虚血再灌流損傷（IRI）中の主な損傷部位であり、重大なリモデリングを受けます13。 損傷を受けると、PT 細胞は Kim-1、Cd44、ビメンチンなどのマーカーの新規発現によって脱分化して増殖し、最終的には機能的な PT 細胞に再分化します 14、15、16。 それにもかかわらず、それらの脱分化状態では、間質性炎症、筋線維芽細胞の動員、およびその後の線維性リモデリングを強化するパラクリンシグナル伝達経路にも関与します14、17、18、19。 IRI 腎臓から得られた最近の単一細胞配列決定研究では、これらの脱分化 PT 細胞のサブセットが炎症性シグナル伝達の増加により修復不全状態に陥っていることがさらに示唆されました 8,11。 最後に、AKI によって誘発される壊死性細胞死は、組織炎症の増強とさらなる損傷の促進に直接関与している可能性があります 20,21。
AKI-CKD 移行を防ぐには、組織の損傷とリモデリングのプロセスが回復の成功または失敗にどのように関連しているかをより深く理解する必要があります。 ただし、これを研究するための長期的なデータは限られています。 AKI 患者の生検は日常的に収集されるものではなく、生検が採取された時期に関してかなりの不均一性を示しています 22。 さらに、AKI の動物研究には古典的に、さらなる ex vivo 分析のための臓器採取が含まれます。 したがって、非常に動的な AKI 誘発リモデリングプロセスは、さまざまな動物および時点から取得された単一のスナップショットから再構築されます。 これにより、動的な細胞間相互作用とそれがネフロンの運命に及ぼす影響についての洞察が制限されます。 実際、腎組織が損傷からどのように再生するかについて、いくつかのかなり基本的な疑問がまだ解決されていない、または物議を醸している。すなわち、どの細胞が組織損傷に応答して増殖するのか? 損傷した腎組織の回復能力はどれくらいですか? 損傷を受けていない腎組織は、隣接する局所損傷によってどのような影響を受けるのでしょうか? 傷害は時間の経過とともに広がる可能性がありますか?
この研究では、連続生体内 2 光子顕微鏡 (2PM) と周期細胞 23 の遺伝的同定、および隣接する非損傷組織に対する壊死細胞の影響を研究するために概念化された部分虚血再灌流損傷モデル (部分 IRI) を組み合わせました。 3週間にわたる部分IRI腎臓の連続画像化により、尿細管損傷とリモデリングの一対のデータが得られ、最初の壊死性細胞死が尿細管増殖の局所部位、そして最終的には尿細管の運命と関連付けられることが初めて明らかになった。 したがって、我々のデータは、初期の近位尿細管が壊死性損傷の重要な部位であり、顆粒円柱形成の源であり、下流の損傷の伝播と尿細管萎縮の進行に関連していることを特定した。
25 μm) from any propidium iodide (PI)+ cell detected on day 0 (n = 145, 184 and 37 segments from 4 mice for PT-S1, PT-S2, and DCT/CD, respectively); mean ± 95% CI with scatterplot. Statistical test: two-sided paired t-test with p < 0.05 considered significant (Supplementary Extended Statistics.k). d Same dataset as in (c) displayed to reveal distinct locations of proliferating tubule cells in different tubule segments over days after partial IRI (n = 4 partial IRI mice; detailed information on segment number/group provided in Supplementary Table 3); mean ± 95% CI with scatterplot. Statistical test: linear mixed-effect model, p-values from two-sided test (Supplementary Extended Statistics.m). e Volumetric quantification of tubular GFP expression (% of total nuclei/ segment) clustered by necrotic thresholds (n = 223, 140, 157 PT-S1 segments and 250, 237, 103 PT-S2 segments for non-necrotic, moderate, and severe, respectively, from 6 mice); mean ± 95% CI with scatterplots. Statistical test: linear mixed-effect model, p-values from two-sided test (Supplementary Extended Statistics.n). f Linear regression of PI+ nuclei (% of total nuclei/segment) at day 0 and cumulative GFP+ nuclei (% of total nuclei/ segment) from days 1, 2, and 3 for PT-S1 and PT-S2 segments (n = 144 and 180 from 4 mice). Fit (slope*x + intercept, plotted with 95% CI), R2 and Pearson’s coefficient (r) are reported for both. #: significant difference of slope and intercept from zero. *: significance test across groups, p-values from two-sided test. */#: p < 0.05; **/##: p < 0.01; ***/###: p < 0.001./p>20% necrotic cells at day 0). Consistent with the findings above, we observed significantly higher GFP expression in non-necrotic and moderately necrotic PT-S2 segments on days 2 and 3 as compared to respective PT-S1 (Fig. 4e). Among severely necrotic segments, PT-S1 segments proliferated more than PT-S2 segments on day 1. However, GFP expression in severely necrotic PT-S2 segments rapidly increased from day 2 and exceeded that observed in PT-S1 segments on days 3 and 7 (Fig. 4e). Finally, we aimed to evaluate if PT-S1 and PT-S2 displayed different capacities to proliferate upon necrotic cell death of a given degree. Thus, we performed a linear regression of PI-positive nuclei (% of total nuclei) observed on day 0 and the cumulative number of GFP-positive nuclei (% of total nuclei) observed on days 1 to 3 after partial IRI. For both PT-S1 and PT-S2 segments, a significant correlation between the initial number of necrotic cells and the subsequent proliferative response was detected (Fig. 4f). Of note, there was no significant difference in the slopes of the linear regressions, indicating a comparable necrosis-induced proliferative response in PT-S1 and PT-S2 segments (Fig. 4f). However, we detected a significantly higher intercept in the linear regression of PT-S2 segments (Fig. 4f), which demonstrated a population of PT-S2 segments that proliferated in absence of preceding necrotic injury. In contrast, the intercept of the PT-S1 linear regression equation was not statistically different from zero, confirming that proliferation in these segments strictly depended on the presence of initial necrotic injury./p>1% PI+ necrotic cells at day 0 was classified as necrotic; mean ± 95% CI with scatterplots. Statistical test: linear mixed-effect model, p-values from two-sided test, no adjustment for multiple comparisons (Supplementary Extended Statistics.o). e Linear regression of luminal granular cast area (% of total segment cross-sectional area) and GFP+ nuclei (% of total nuclei/ segment, assessed in 3D) measured 24 h later in the same segment and proliferating outside a 25 µm radius from any PI+ nucleus (n = 179 and 184 for non-necrotic and necrotic segments from 4 and 3 mice, respectively). Fit (slope*x + intercept, plotted with 95% CI); R2 and Pearson’s correlation coefficient (r) are reported for both. #: significant difference of slope and intercept from zero. *: significant difference between the segment types, p-values from two-sided test, */#: p < 0.05; **/##: p < 0.01; ***/###: p < 0.001./p>1% PI+) (c) and GFP+ nuclei (% of total nuclei/ segment) at day 3/4 (d), in recovered and atrophic tubule segments, respectively (c: n = 89 and 92 segments from 4 and 3 mice; d: n = 124 and 168 segments from 4 mice, respectively); mean ± 95% CI with scatterplot. Statistical tests: linear mixed-effect model, p-values from two-sided test (Supplementary Extended Statistics.q). e Correlative in vivo and ex vivo 2-photon microscopy images of CycB1-GFP kidneys 21 days after partial IRI reveal selective tubular VCAM-1 immunostaining (blue, arrows) in atrophic tubules (ω). Scale bar: 100 µm. f, g Tubular fate distribution (%) across partial IRI areas (f: n = 82,232, and 153 segments for Not-IR, Mid, and IR from 4, 6, and 5 mice, respectively), and days after partial-IRI (g: n = 103 and 106 for recovered and atrophic tubules from 6 mice, respectively). h Binary regression of luminal granular cast area (in % of total segment cross-sectional area) at day 3/4 and respective tubule fate (0 = non-atrophy; 1 = atrophy), (n = 237 segments from 4 mice, respectively). Fit (slope*x + intercept); R2, and effect size as odds ratio (OR) for the predictor are reported. *: p < 0.05; **: p < 0.01; ***: p < 0.001./p>1% of total nuclei) that regained morphologically intact epithelium. Atrophic segments were defined by a collapsed tubular lumen and severely fragmented epithelial appearance (Supplementary Fig. 2). (9) Dynamic PT-S1 function was assessed as albumin reuptake capacity expressed as the mean fluorescent intensity ratio of Alexa594-albumin in the apical cytoplasmic region of PT-S1 segments and in peritubular capillaries (n = 170)./p>
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